Xylella Fastidiosa de albaricoques: tratamiento de los albaricoques con enfermedad del melocotón falso

Xylella Fastidiosa de albaricoques: tratamiento de los albaricoques con enfermedad del melocotón falso

Por: Amy Grant

Xylella fastidiosa de los albaricoques es una enfermedad grave también conocida como enfermedad falsa del melocotón debido al hecho de que también se encuentra comúnmente en los melocotoneros. Esta enfermedad no mata al árbol inmediatamente, pero da como resultado una reducción del crecimiento y del tamaño de la fruta, perjudicial para los cultivadores comerciales y domésticos por igual. ¿Cómo se pueden controlar los albaricoques con enfermedad del melocotón falso? Siga leyendo para obtener más información sobre el tratamiento de la xilela de albaricoque.

Daño falso de la enfermedad del melocotón

Observados por primera vez en Georgia alrededor de 1890, los albaricoques con enfermedad del melocotón falso (PPD) tienen un dosel compacto y plano, resultado del acortamiento de los entrenudos. El follaje tiende a ser de un verde más oscuro de lo normal y los árboles infectados generalmente florecen y dan frutos temprano y mantienen sus hojas más tarde en el otoño que los que no están infectados. El resultado es una fruta más pequeña combinada con una reducción considerable de los rendimientos.

Las ramitas de los albaricoques enfermos no solo tienen entrenudos acortados, sino que aumentan la ramificación lateral. En general, el árbol parece empequeñecido con un crecimiento compacto. A medida que avanza la enfermedad, la madera se vuelve seca y quebradiza acompañada de muerte regresiva. Árboles que desarrollan síntomas de Xylella fastidiosa antes de la edad de producir nunca frutos.

La PPD se transmite a través de injertos de raíces y saltahojas. Los albaricoques afectados por la falsa enfermedad del melocotón se pueden encontrar desde Carolina del Norte hasta Texas. Las temperaturas más suaves de estas regiones fomentan el insecto vector, el saltahojas francotirador.

Formas similares de la bacteria causan quemaduras en las hojas del ciruelo, enfermedad de las uvas de Pierce, clorosis variegada de cítricos y quemaduras en las hojas de los árboles (almendros, olivos, café, olmos, robles, adelfas y sicomoros).

Tratamiento de Albaricoque Xylella

Actualmente no existe cura para la PPD. Las opciones se limitan a la propagación de la enfermedad. Con este fin, se deben eliminar los árboles enfermos. Estos pueden identificarse fácilmente por el crecimiento reducido de los brotes a fines del verano. Retire los árboles antes de la poda, lo que puede dificultar la identificación de la enfermedad.

Además, en cuanto a la poda, evite la poda en verano, que fomenta el crecimiento que atrae a los saltahojas. Mantenga las áreas que rodean los árboles de albaricoque libres de malas hierbas para reducir el hábitat de los saltahojas. Quite los ciruelos, silvestres o no, cerca de los albaricoqueros.

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Último

En junio de 2020, la EFSA publicó directrices para realizar encuestas de Xylella fastidiosa. El documento guía a los topógrafos de plantas a través del diseño de encuestas estadísticamente sólidas y basadas en el riesgo, integrando la información clave recopilada en la tarjeta de encuesta de plagas para X. fastidiosa publicado en 2019.

En abril de 2020, la EFSA publicó la última actualización de su base de datos de plantas que actúan como anfitriones de Xylella fastidiosa. Se identificaron treinta y siete más como hospedadores del patógeno, lo que eleva el número total de especies en la base de datos a 595.


IDENTIDAD

X. fastidiosa es una especie genéticamente diversa que se ha asociado con una amplia gama de enfermedades de las plantas (ver nombres comunes arriba).

Subespecie: seis subespecies diferentes de X. fastidiosa se han propuesto, a saber:

- X. fastidiosa subsp. fastidiosa
- X. fastidiosa subsp. multicine
- X. fastidiosa subsp. pauca
- X. fastidiosa subsp. Sandyi
- X. fastidiosa subsp. tashke
- X. fastidiosa subsp. morus

Sin embargo, de estas subespecies solo dos, fastidiosa y multicine, actualmente son considerados oficialmente como nombres válidos por el Comité de la Sociedad Internacional de Fitopatología sobre la Taxonomía de Bacterias Patógenas de Plantas (ISPP-CTPPB) (Bull et al., 2012). Una subdivisión de patovar dentro X. fastidiosa También se ha propuesto (Hendson et al., 2001).

Tipos de secuencia (ST): Escritura de secuencia multilocus (Maiden et al., 1998) es una metodología de tipificación genética que se utiliza ampliamente para caracterizar X. fastidiosa así como otras bacterias (Scally et al., 2005 Yuan et al., 2010 Nunney et al., 2014 Denancé et al., 2017, 2019). Se han identificado diferentes ST en los diferentes brotes en la región de la EPPO: ST53 (X. fastidiosa subsp. pauca) y ST87 (X. fastidiosa subsp. multicine) en Italia ST6 (X. fastidiosa subsp. multicine), ST7 (X. fastidiosa subsp. multicine) y ST53 en Francia ST7 en Portugal ST1 (X. fastidiosa subsp. fastidiosa), ST6, ST7, ST80 (X. fastidiosa subsp. pauca) y ST81 (X. fastidiosa subsp. multicine) en España (Islas Baleares).

HOSPEDADORES 2020-05-05

X. fastidiosa es una bacteria polífaga que puede infectar el xilema de una amplia gama de plantas hospedadoras silvestres y cultivadas. Se ha informado de un total de 595 especies de plantas en la literatura científica (EFSA, 2020) como plantas hospedantes de X. fastidiosa. De estos, se confirmaron 343 utilizando al menos dos pruebas moleculares diferentes para la detección de la bacteria, y se encontró que muchas de estas especies de plantas habían sido infectadas en condiciones naturales.

X. fastidiosa Se sabe que causa graves daños directos a varios cultivos importantes, como la vid, el almendro, el café, los cítricos, las frutas de hueso, así como los árboles forestales, paisajísticos y ornamentales. Las principales y más comunes enfermedades causadas por la bacteria son la enfermedad de Pierce (EP) de la vid en América del Norte, la clorosis variegada de cítricos (CVC) en América del Sur y, en los últimos años, el síndrome de declive rápido del olivo (OQDS).

El OQDS es una enfermedad devastadora causada por X. fastidiosa que surgió en el sur de Italia en 2013 (Saponari et al., 2013) pero que se detectó por primera vez en los EE. UU. En la década de 2000 (Hernandez-Martinez, 2007 Krugner, 2011). La enfermedad del olivo (también llamada quemadura de la hoja de olivo y declive rápido) también ha surgido en Argentina y Brasil (Haelterman et al., 2015 Coletta-Filho et al., 2016).

En el territorio de la Unión Europea, una lista de plantas hospedantes susceptibles a Xylella fastidiosa y su subespecie se mantiene en una base de datos (Comisión Europea, 2020). Cabe señalar que ninguna cepa de X. fastidiosa puede infectar a todas las plantas hospedantes y se ha determinado una gran variación en el rango de hospedadores incluso dentro de subespecies y entre cepas que comparten el mismo ST (Nunney et al., 2019).

Lista de anfitriones: Acacia dealbata, Acacia saligna, Acer pseudoplatanus, Acer rubrum, Amaranthus retroflexus, Anthyllis hermanniae, Artemisia arborescens, Artemisia sp., Espárragos acutifolius, Calicotome sp., Calicotome spinosa, Calicotome villosa, Campsis radicans, Carya illinoinensis, Catharanthus, Cercis siliquastrum, Álbum de Chenopodium, Cistus albidus, Cistus creticus, Cistus monspeliensis, Cistus salviifolius, Cistus x incanus, Citroncirus, Citrus sinensis, Agrios, Coffea, Convolvulus cneorum, Coprosma repens, Coronilla valentina subsp. glauca, Coronilla valentina, Cyperaceae, Cytisus scoparius, Cytisus villosus, Dimorphotheca ecklonis, Dimorphotheca fruticosa, Diospyros kaki, Dodonaea viscosa, Elaeagnus angustifolia, Eremophila maculata, Erigeron bonariensis, Erigeron karvinskianus, Erigeron sp., Erigeron sumatrensis, Erysimum, Euphorbia chamaesyce, Euphorbia terracina, Euryops chrysanthemoides, Euryops pectinatus, Ficus carica, Fortunella, Fraxinus angustifolia, Genista Córcega, Genista efedroides, Genista tricuspidata, Genista x spachiana, Gleditsia triacanthos, Grevillea juniperina, Hebe elíptica, Hebe, Helichrysum italicum, Helichrysum sp., Helichrysum stoechas, Heliotropium europaeum, Hibiscus sp., Ilex aquifolium, Juglans regia, Laurus nobilis, Lavandula angustifolia, Lavandula dentata, Lavandula latifolia, Lavandula stoechas, Lavandula x chaytorae, Lavandula x heterophylla, Lavandula x intermedia, Ligustrum sinense, Liquidambar styraciflua, Lonicera japonica, Medicago arborea, Medicago sativa, Metrosideros excelsa, Morus alba, Morus rubra, Myoporum insulare, Myrtus communis, Nerium adelfa, Olea europaea, Fragancias de Pelargonium, Pelargonium graveolens, Persea americana, Phagnalon saxatile, Filadelfia latifolia, Phlomis fruticosa, Pistacia vera, Platanus occidentalis, Poaceae, Polygala myrtifolia, Poncirus trifoliata, Prunus angustifolia, Prunus armeniaca, Prunus avium, Prunus cerasifera, Prunus cerasus, Prunus domestica, Prunus dulcis, Prunus persica, Prunus salicina, Prunus serotina, Quercus palustris, Quercus rubra, Quercus suber, Rhamnus alaternus, Robinia pseudoacacia, Híbridos de arbustos de flores en racimo Rosa, Rosa canina, Rosa multiflora, Salvia rosmarinus, Santolina chamaecyparissus, Sorgo halepense, Spartium junceum, Strelitzia reginae, Estreptocarpo, Teucrium capitatum, Ulex europaeus, Ulex menor, Ulmus americana, Vaccinium corymbosum, Vaccinium darrowii, Vaccinium virgatum, Vinca menor, Vinca, Vitis labrusca, Vitis riparia, Vitis vinifera, Vitis, Westringia fruticosa, Westringia glabra, plantas leñosas, x Citrofortunella microcarpa

DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA 2020-05-05

X. fastidiosa se sabe que ocurre en una amplia gama de zonas climáticas en áreas tropicales y subtropicales, así como en regiones de clima más templado o incluso continental. Hasta la década de 2010, X. fastidiosa se sabía que ocurría solo en las Américas. En Asia, una bacteria que causa la enfermedad de quemaduras de las hojas de pera en Taiwán y que se identificó por X. fastidiosa (Su et al., 2013) se ha informado más tarde como una nueva especie X. taiwanensis (Su et al., 2016). En la región de la EPPO, el brote de X. fastidiosa en olivos en Apulia, sur de Italia (Saponari et al., 2013) y la presencia de la bacteria en especies vegetales mediterráneas en los paisajes naturales y urbanos de Italia (Apulia, Toscana), Francia (Córcega y Provenza-Alpes-Costa Azul), España (Islas Baleares, Comunidad Valenciana y Madrid) y Portugal (Oporto), supusieron un cambio importante en su distribución geográfica. Registros de Turquía (Güldür et al., 2005), Líbano (Temsah et al., 2015 Habib et al., 2016) y Kosovo (Berisha et al., 1998 EPPO, 1998) se consideran inválidos.

La distribución a continuación se da para todos X. fastidiosa subespecie.

Región EPPO: Francia (continente, Córcega), Israel, Italia (continente), Portugal (continente), España (continente, Islas Baleares)
Asia: Irán, Israel, Taiwán
América del norte: Canadá (Columbia Británica, Ontario, Saskatchewan), México, Estados Unidos de América (Alabama, Arizona, Arkansas, California, Delaware, Distrito de Columbia, Florida, Georgia, Indiana, Kentucky, Luisiana, Maryland, Misisipi, Misuri, Nueva Jersey, Nuevo México, Nueva York, Carolina del Norte, Oklahoma, Oregón, Pensilvania, Rhode Island, Carolina del Sur, Tennessee, Texas, Virginia, Washington, Virginia Occidental)
Centroamérica y el Caribe: Costa Rica, Puerto Rico
Sudamerica: Argentina, Brasil (Bahía, Espirito Santo, Goias, Minas Gerais, Para, Paraná, Rio de Janeiro, Rio Grande do Sul, Santa Catarina, Sao Paulo, Sergipe), Paraguay, Venezuela

BIOLOGÍA 2020-05-05

Interacción entre X. fastidiosa y sus plantas hospederas

Xylella fastidiosa es una bacteria fastidiosa limitada por el xilema que en la naturaleza es transmitida exclusivamente por insectos que se alimentan del fluido del xilema. Por lo tanto, la bacteria prolifera solo en los vasos del xilema, en raíces, tallos y hojas. La expresión de los síntomas suele estar ligada a la oclusión de estos vasos por agregados bacterianos, así como por tílides y encías formadas por la planta. Por lo tanto, los síntomas de X. fastidiosa a menudo se parecen a los causados ​​por el estrés hídrico. En algunos casos, la infección provoca la muerte rápida de la planta huésped. Sin embargo, es posible que muchas especies de plantas, si no la mayoría, ni siquiera expresen ningún síntoma (EFSA, 2015a, 2018, 2019b). Las plantas asintomáticas a menudo sirven como fuente de inóculo para los vectores (Hopkins y Purcell, 2002). En algunas plantas hospedantes, las células bacterianas pueden permanecer restringidas a partes de la planta o incluso en el punto de entrada. En las plantas susceptibles, se mueven sistémicamente a través de los vasos del xilema, principalmente aguas arriba pero también aguas abajo, y pueden invadir todos los órganos de la planta. El período de tiempo entre la infección y la aparición de los síntomas (período de incubación) es muy variable y varía desde unos pocos meses hasta incluso más de un año, dependiendo de la situación. X. fastidiosa genotipo, especie hospedante, edad de la planta y condiciones de crecimiento (EFSA, 2019b, 2020).

El clima invernal suele ser un factor clave para delimitar las zonas donde X. fastidiosa puede persistir de una temporada a la siguiente. La enfermedad de Pierce y la enfermedad falsa solo ocurren en áreas con un invierno suave, presumiblemente en relación con la supervivencia de la bacteria en plantas inactivas (Purcell, 1989). La terapia de frío experimental de vides enfermas sugiere que las temperaturas bajo cero pueden eliminar la bacteria directamente en las plantas (Purcell, 1980). Aunque la bacteria pasa el invierno preferiblemente en plantas infectadas, también puede sobrevivir en sus insectos vectores. X. fastidiosa es adquirido eficientemente por insectos vectores, sin período de latencia, y se multiplica y persiste en adultos infecciosos indefinidamente (Severin, 1950). Por lo tanto, si estos adultos infectados hibernan, pueden mantener X. fastidiosa durante la temporada adversa. Este es el caso de los francotiradores (Cicadellidae, Cicadellinae) en el continente americano. Sin embargo, los francotiradores europeos y la mayoría de los salivazos europeos (Aphrophoridae y algunos Cercopidae) hibernan como huevos y, por lo tanto, si están infectados, estos vectores no pueden soportar la hibernación de X. fastidiosa, ya que la transmisión transovárica de X. fastidiosa no ocurre (Freitag, 1951).

Interacción entre X. fastidiosa y sus vectores

En teoría, todos los insectos que se alimentan del fluido del xilema se consideran vectores, hasta que se demuestre lo contrario (Frazier, 1944 Purcell, 1989 Almeida et al., 2005), pero la eficiencia de transmisión varía sustancialmente según la especie de insecto, la planta huésped y X. fastidiosa genotipo (Redak et al. 2004 Lopes et al., 2010). Todas X. fastidiosa Los insectos vectores pertenecen a Auchenorrhyncha (Hemiptera) y se distribuyen dentro de las superfamilias Cercopoidea, Cicadoidea y Membracoidea. Cada una de las tres superfamilias incluye grupos de alimentación con xilema-fluido, pero, mientras que todas las Cercopoidea (conocidas como salivazos o saltamontes) y Cicadoidea (cigarras) se consideran alimentadores de xilema-fluido, en Membracoidea solo la subfamilia Cicadellinae (conocidos como francotiradores) dentro de la familia Cicadellidae son en realidad alimentadores de xilema-fluido.

Las bacterias adquiridas se adhieren al precibarium y al cibarium del intestino anterior y no colonizan sistémicamente el cuerpo del insecto (Purcell y Finlay, 1979). Esto implica que las ninfas pierden infectividad al mudar, ya que el intestino anterior es de origen ectodérmico y se renueva, y que los adultos recién emergidos deben adquirir nuevamente X. fastidiosa volverse infeccioso. Normalmente, muy pocas células bacterianas vivas son suficientes para una transmisión exitosa (Hill y Purcell, 1995, 1997) que no es ni transovárica ni transestadial. La temperatura tiene un papel clave en la interacción entre la bacteria y sus vectores: influye en la multiplicación de patógenos en las plantas fuente (Feil y Purcell, 2001) la multiplicación de patógenos en vectores (Dohm et al., 2002) el establecimiento exitoso del patógeno en el nuevo hospedador (Chu y Volety, 1997) y el comportamiento del vector (Su y Mulla, 2001).

En viñedos californianos, Homalodisca vitripennis (= H. coagulata), Xyphon fulgidum (= Carneocephala fulgida), Draeculacephala minerva, y Graphocephala atropunctata se consideran los vectores más importantes de la enfermedad de Pierce. En los huertos de cítricos brasileños, Acrogonia terminalis, Dilobopterus costalimai, Oncometopia facialis se consideran los vectores más importantes de la clorosis variegada de cítricos.

En la región de la EPPO, los únicos vectores confirmados de X. fastidiosa están Filaenus spumarius (Cercopoidea: Aphrophoridae), y en condiciones experimentales, Neophilaenus campestris y Filaenus italosignus (Aphrophoridae) (Cavalieri et al., 2018 Saponari et al., 2014, Cornara et al., 2017b). P. spumarius (salivazo del prado), el único vector eficaz de X. fastidiosa en condiciones naturales, es una especie altamente polífaga y univoltina. Las ninfas y los adultos tienen un rango de hospedadores diferente. Las ninfas prefieren partes tiernas de plantas y plantas herbáceas, en particular plantas de las familias Asteraceae, Fabaceae y Apiaceae (Di Serio et al., 2019 Dongiovanni et al., 2018b) que a menudo crecen como cultivos de cobertura o plantas invasoras, en los olivares, en setos de campo, y en áreas naturales y seminaturales. Los adultos, por el contrario, tienden a alimentarse de especies de plantas leñosas (EFSA, 2019c).

En el sur de Italia (Apulia) adultos de P. spumarius emergen entre finales de abril y principios de mayo y pasan de la vegetación herbácea de los olivares al dosel de los olivos y otros árboles y arbustos de hoja perenne o de hoja caduca a finales de la primavera y principios del verano (Di Serio et al., 2019 Cornara et al., 2017a Bodino et al., 2017). Este movimiento también se puede observar si la cubierta vegetal persiste durante el verano. A fines del verano y principios del otoño, los adultos regresan a las plantas herbáceas para la puesta de huevos y la hibernación (Weaver y King, 1954 Cornara et al., 2018). La gama de host de X. fastidiosa subsp. pauca cepa ST53, que causa el OQDS en Italia, se superpone con la de P. spumarius (Weaver y King, 1954 Cornara et al., 2017b), lo que sugiere que algunas de estas especies hospedadoras pueden servir como reservorios naturales y posiblemente como fuentes de inóculo para la diseminación primaria del patógeno a los cultivos afectados.

Las condiciones climáticas en diferentes partes de la región de la EPPO pueden afectar el ciclo de vida de P. spumarius. Por ejemplo, en el clima mediterráneo, los adultos abundan poco después de la emergencia y luego después de la estivación en octubre. En los Países Bajos, por el contrario, P. spumarius puede detectarse desde junio en adelante hasta octubre (Noordijk et al., 2019), con un pico en la población adulta en junio y julio.

En general, en el contexto de la vigilancia y considerando lo anterior, es preferible recolectar muestras de insectos al final de la temporada, ya que los insectos recolectados durante este período pueden haberse alimentado de múltiples plantas hospedadoras y, por lo tanto, las posibilidades de infectarse son mayores.

DETECCIÓN E IDENTIFICACIÓN 2020-06-09

La detección e identificación de Xylella fastidiosa se basa en la combinación de examen visual, muestreo y análisis de insectos vectores y material vegetal.

Síntomas

Síntomas de Xylella-Las enfermedades son muy variables y su expresión depende de la combinación de la planta huésped y la cepa bacteriana, así como de las condiciones ambientales, incluidas las condiciones específicas de crecimiento de la planta individual y su etapa fenológica. Estos síntomas incluyen quemaduras de las hojas, marchitamiento del follaje, defoliación (prematura), clorosis o bronceado a lo largo del margen de la hoja, atrofia y muerte regresiva de brotes y ramitas, formación de nuevas hojas malformadas (asimétricas) y enanismo (EPPO, 2019a). Teniendo en cuenta la amplia gama de hospedadores de X. fastidiosa, las descripciones de los síntomas se proporcionan a continuación solo para sus huéspedes principales.

El síntoma más característico de la infección primaria es el chamuscado de las hojas. Un signo temprano es el secado repentino de parte de una hoja verde, que luego se vuelve marrón, mientras que los tejidos adyacentes se vuelven amarillos o rojos. La desecación se extiende y toda la hoja puede marchitarse y caerse, dejando solo el pecíolo adherido. Los tallos enfermos a menudo maduran de manera irregular, con parches de tejido marrón y verde. En años posteriores, las plantas infectadas se desarrollan tarde y producen brotes cloróticos atrofiados. Rara vez sobreviven más de uno o dos años, incluso si hay signos de recuperación.

Los brotes jóvenes se atrofian y tienen un follaje más verde y denso que los árboles sanos. Las ramas laterales crecen horizontalmente o se inclinan, de modo que el árbol parece uniforme, compacto y redondeado. Las hojas y las flores aparecen temprano y las hojas permanecen en el árbol más tiempo que en los árboles sanos. Los árboles afectados producen cada vez menos frutos y más pequeños hasta que, después de 3-5 años, se vuelven económicamente inútiles.

Los árboles pueden comenzar a mostrar los síntomas de la clorosis variada desde el tamaño del vivero hasta los 7-10 años de edad. Estos árboles más jóvenes se ven afectados sistémicamente por X. fastidiosa. Los árboles de más de 15 años no suelen verse totalmente afectados, sino que tienen una o dos ramas principales del andamio que muestran síntomas. Los árboles afectados muestran clorosis foliar que se asemeja a la deficiencia de zinc con clorosis intervenal. La clorosis aparece en las hojas jóvenes a medida que maduran y también puede ocurrir en las hojas más viejas. Los árboles recientemente afectados muestran una sectorización de síntomas, mientras que los árboles que han sido afectados por un período de tiempo muestran la clorosis abigarrada en todo el dosel. A medida que las hojas maduran, aparecen pequeñas lesiones gomosas, de color marrón claro, ligeramente elevadas (que se vuelven de color marrón oscuro o incluso necróticas) en la parte inferior, correspondientes a las áreas cloróticas amarillas en la parte superior.

El tamaño de la fruta se reduce considerablemente, su contenido de azúcar es más alto que en la fruta no afectada y la cáscara puede volverse tan dura que puede dañar las máquinas exprimidoras. La floración y el cuajado se producen al mismo tiempo en árboles sanos y afectados, pero no se produce un aclareo fisiológico de frutos en los árboles afectados y los frutos permanecen pequeños. Debido a esto, la producción total no se reduce en gran medida. Sobre árboles afectados del cv. Pera y otros cultivares de naranja, las frutas a menudo se encuentran en racimos de 4 a 10, que se asemejan a los racimos de uva. Los árboles afectados muestran retraso en el crecimiento y una tasa de crecimiento lenta. Las ramitas y las ramas mueren, aunque por lo general la planta no muere y el dosel se adelgaza.

La enfermedad en las plantas de olivo se caracteriza por la aparición de desecación dispersa de ramitas y ramitas. Las hojas son las primeras en verse afectadas. El quemado comienza en su punta y avanza hacia el pecíolo, extendiéndose a toda la lámina. Las hojas muertas permanecen adheridas durante todo el verano a las ramitas, que también se están desecando, y comienzan a caer con las primeras lluvias en otoño. Los síntomas se localizan primero en la parte superior de la copa y luego se extienden al resto del dosel. Los árboles de cultivares susceptibles declinan y mueren a los pocos años de la aparición de los síntomas. Estos árboles, especialmente los centenarios, a menudo se podan en gran medida, lo que los obliga a impulsar nuevos brotes que, eventualmente, se marchitarán y secarán (Martelli, 2016).

Polygala myrtifolia

Este es uno de los principales hospedadores susceptibles del brote europeo actual. Las plantas infectadas muestran hojas quemadas, con desecación comenzando desde la punta y progresando hasta toda la hoja.

Morfología

Xylella fastidiosa

X. fastidiosa es una bacteria Gram-negativa, en forma de bastoncillo con paredes celulares onduladas distintivas. No es flagelado, no forma esporas y mide 0,1-0,5 x 1-5 µm.

Los francotiradores adultos se distinguen de otras subfamilias de saltahojas por la posesión de caras muy "infladas" o "hinchadas" causadas por la musculatura masiva requerida por la bomba cibarial (faríngea) para succionar grandes cantidades de xilema (Young, 1968). Los francotiradores suelen estar entre los saltahojas más grandes. Las especies más pequeñas (p. Ej. Xyphon fulgidum) puede tener unos 4 mm de longitud, mientras que especies más grandes como Homalodisca vitripennis puede exceder los 15 mm. Las ninfas generalmente se parecen a los adultos en forma, pero generalmente difieren notablemente en coloración y marcas. La subfamilia es bastante diversa, especialmente en los trópicos americanos, con más de 210 géneros (Young, 1977). La coloración varía de uniformemente verde (p. Ej. Draeculacephala spp.) u otra coloración críptica a combinaciones de especies tropicales de color rojo brillante, naranja, amarillo y azul. Los francotiradores suelen tener una amplia variedad de plantas hospedantes. Incluso aquellas especies que se encuentran en una única o pocas especies de hospedadores son capaces de una supervivencia prolongada en cautiverio en hospedadores inusuales. El francotirador de rododendros, Graphocephala fennahi, es una especie de América del Norte ahora establecida en Europa, donde se encuentra no solo en Rododendro pero en muchas otras plantas leñosas. Las hembras de francotiradores y salivazos insertan sus huevos en los tejidos de las plantas. Los huevos de algunas especies de francotiradores permanecen inactivos durante el invierno.

Cercopidae se puede distinguir de los saltahojas, que poseen una o más filas de espinas a lo largo de la tibia posterior, por la tibia posterior lisa con unas pocas o un círculo de espinas robustas en el ápice de la tibia. La forma del cuerpo de las chicharritas es generalmente más robusta que la de las chicharritas.

El salivazo del prado Filaenus spumarius pertenece al orden Hemiptera, superfamilia Cercopoidea, familia Aphrophoridae. El nombre salivazo proviene del caparazón formado por las ninfas que mezclan el líquido evacuado del ano y una secreción producida por las glándulas ubicadas entre los esternitos abdominales 7 y 8. Las burbujas de aire se introducen dentro de la saliva por medio de apéndices caudales y un tubo ventral formado por tergitos abdominales doblados hacia abajo (Cornara et al., 2018).

P. spumarius, que nunca se había considerado una plaga agrícola en Europa antes de la introducción de X. fastidiosa, es de color extremadamente variable, que va del gris claro al negruzco, aunque la forma más típica es de color verde amarillento con líneas oscuras indistintas.

P. spumarius está ampliamente distribuida (regiones templadas de Europa, Asia, América del Norte y también el norte de África) y se encuentra en la mayoría de los hábitats terrestres (prados, campos abandonados, terrenos baldíos, bordes de carreteras, riberas de arroyos, campos de heno, marismas, parques, jardines y campos cultivados Yurtsever , 2000) en cientos de plantas hospedantes que van desde pastos hasta árboles, incluidos cultivos de pradera, hierbas, cardos, plantas de jardín, arbustos y coníferas. Sin embargo, las leguminosas fijadoras de nitrógeno y otras plantas con alta concentración de aminoácidos en la savia del xilema (Medicago sativa, Trifolium sp., Vicia spp., y Estrumario de xantio) son los hosts preferidos.

P. spumarius invernan como huevos. Los huevos se depositan en rastrojos, hierbas, partes muertas de plantas, residuos de plantas, grietas y cortezas de troncos de árboles, o en la hojarasca (pero la mayoría de los huevos se depositan cerca del suelo entre dos superficies opuestas) al final del verano ( en Apulia, la oviposición se logró en condiciones semi-artificiales en octubre). La eclosión ocurre en la primavera siguiente. Las larvas, poco móviles, se alimentan de la savia presente en el xilema introduciendo sus estiletes en la planta. El desarrollo larvario tiene cinco estadios. Los adultos aparecen en abril y viven hasta el otoño (pero pueden sobrevivir hasta la primavera sucesiva en caso de inviernos suaves: Saponari et al. 2014). No son muy activos y exhiben un comportamiento de salto cuando se les molesta.

Aunque las ninfas viven dentro de la saliva, pueden gatear activamente en distancias cortas, moviéndose así de una planta herbácea a otra (Bodino et al., 2017). Los adultos son mucho más móviles, tanto de forma activa como pasiva. La dispersión pasiva a grandes distancias está mediada por el viento y las actividades humanas (también puede ocurrir el transporte en automóviles).

Métodos de detección e inspección

Las muestras para el laboratorio deben recolectarse durante el verano y estar compuestas de ramas o esquejes con hojas (maduras) adheridas. Debe evitarse el muestreo de brotes jóvenes en crecimiento brevemente después de la emergencia porque las bacterias pueden ser difíciles de detectar en la nueva temporada. En el caso de plantas de pequeño tamaño, se puede enviar toda la planta al laboratorio. En el caso de las encuestas de detección, generalmente se recomienda tomar muestras de varias plantas y analizar una muestra combinada del sitio de la encuesta. Por ejemplo, para probar la presencia de X. fastidiosa en olivos, una muestra de laboratorio puede constar de hasta 20 g de pecíolos de hojas, correspondientes a unos 800-900 pecíolos de hojas, mientras que se toman 4 pecíolos de hojas por planta. Esto daría como resultado que se analicen hasta 200-225 plantas en una sola muestra combinada.

El muestreo de vectores se considera una práctica eficaz para detectar la bacteria en un área determinada. Actualmente, las redes de barrido se utilizan comúnmente para recolectar insectos adultos de P. spumarius (Cruaud et al., 2018 Cornara et al., 2018). Se ha demostrado que otros métodos de captura, como minicage (biocenómetros), trampas de caída, trampas adhesivas, trampas de succión aérea, bandejas de golpes y bandas de pies enredados son menos efectivos que las redes de barrido. Para maximizar la probabilidad de detección, las muestras de insectos deben recolectarse cuando los adultos sean abundantes en el campo y después de que se hayan alimentado de múltiples huéspedes al final del verano o después de la estivación.

Se pueden encontrar más detalles sobre el muestreo en la norma EPPO PM 7/24 (EPPO, 2019a) y la tarjeta de encuesta de plagas de la EFSA (EFSA, 2019a).

Prueba de laboratorio

Dada la dificultad de aislar X. fastidiosa, se han validado varios protocolos de diagnóstico serológico y molecular para ser aplicados directamente sobre tejidos vegetales o extractos de insectos vectores. Dada su menor sensibilidad, se recomienda el uso de pruebas serológicas solo para detectar un gran número de plantas sintomáticas, así como material asintomático de un área de brote o una zona de amortiguación alrededor de un brote, ya que es probable que la concentración de la bacteria en los tejidos infectados aumente. ser más alto. Los métodos moleculares basados ​​en el uso de PCR, generalmente se mantienen para ser más sensibles y específicos, aunque la presencia de inhibidores puede ser un problema con algunas matrices. Se recomienda su uso en particular para detectar X. fastidiosa en plantas asintomáticas, insectos vectores y para la asignación de subespecies directamente o por secuenciación de Sanger de los amplicones de al menos dos y hasta siete, fragmentos de genes de mantenimiento (EPPO, 2019a). Para las áreas donde se sabe que el patógeno está presente, el resultado de una sola prueba se considera suficiente (EPPO, 2019a) pero en áreas consideradas libres de plagas, para que una detección positiva se considere válida, un mínimo de dos pruebas de detección positivas. debe realizarse para las muestras de plantas. Estas pruebas deben diferir en los principios biológicos subyacentes o en la secuencia genómica a la que se dirigen. Las técnicas de teledetección y los métodos de imágenes hiperespectrales son cada vez más fiables para la detección temprana de árboles infectados, en particular para la detección de los síntomas pre-visuales (Kumar et al., 2012 Li et al., 2014). En Zarco-Tejada et al. (2018), la espectroscopia de imágenes aéreas y la termografía revelaron la presencia de X. fastidiosa en olivos antes de la expresión de los síntomas.

PCR en tiempo real (Harper et al., 2010, errata 2013) se recomienda para la detección de X. fastidiosa en muestras de vectores. Para reducir el número de muestras a analizar en el laboratorio, es posible agrupar las muestras de la misma especie. Para vectores pequeños (p. Ej. Filaeno), Se pueden combinar de 1 a 5 cabezas, mientras que para vectores grandes (p. Ej. Cigarra orni o Aphrophora spp.) se puede utilizar una sola cabeza de insecto (EPPO, 2019a).

Se pueden encontrar más detalles sobre las pruebas de laboratorio en la Norma EPPO PM 7/24 y la NIMF 27 / DP 25 (EPPO, 2019a IPPC, 2018).

VÍAS DE MOVIMIENTO 2020-05-05

X. fastidiosa es incapaz de propagarse en el medio ambiente de forma autónoma ni por contacto ni por difusión del aire. También parece que X. fastidiosa no se transmite por semillas. Propagación natural de X. fastidiosa se asegura principalmente por sus insectos vectores que generalmente vuelan distancias cortas (en promedio hasta 100-150 metros) pero pueden ser transportados por el viento a distancias más largas. La principal vía de entrada y propagación de X. fastidiosa es el comercio o movimiento de plantas para plantar. Los vectores infecciosos también se pueden transportar a distancias cortas y largas en plantas, partes de plantas o como autostopistas (es decir, a través de medios indirectos, como ropa o partes del cuerpo de personas, vehículos, a los que se pueden transportar pasivamente). Las frutas, las flores cortadas, el follaje ornamental y la madera (que no sean para la propagación de plantas) se consideran vías poco probables para X. fastidiosa.

SIGNIFICADO DE PLAGAS 2020-06-09

Impacto económico

En USA, dentro de las principales áreas donde X. fastidiosa ocurre naturalmente (llanuras costeras del Golfo de México), Vitis vinifera y V. labrusca no se pueden cultivar porque se infectan rápidamente debido a las altas tasas de propagación natural. Como consecuencia, solo selecciones de V. rotundifolia (muscadina) y se pueden cultivar híbridos resistentes especialmente criados. La misma situación existe en toda la América tropical. La enfermedad de Pierce es, por tanto, una limitación importante para la producción de vid en los Estados Unidos y América tropical. Solo en California, el valor de las pérdidas de vid a causa de la enfermedad de Pierce, incluidos los costos de desbrozar y replantar las vides enfermas, es en promedio de 56,1 millones de USD / año (vino, uvas de mesa y pasas). Además, dado que los viveros, los productores de cítricos y las agencias gubernamentales gastan otros 48,3 millones de dólares para limitar las poblaciones de H. vitripennis, el costo estimado de la enfermedad de Pierce es de aproximadamente 104,4 millones de dólares por año (Tumber et al., 2014).

Por el contrario, en los melocotones, la enfermedad falsa no mata árboles ni causa muerte regresiva, pero reduce significativamente el tamaño y la cantidad de frutos. Anderson y French (1987) han realizado un análisis de los efectos biofísicos sobre los melocotoneros. La enfermedad fue extremadamente importante en el sureste de los Estados Unidos en la década de 1940, cuando los huertos de 5 años a menudo se veían afectados en un 50% y los huertos más viejos por completo. Sin embargo, los métodos de control eficientes ahora disponibles (insecticidas, destrucción de árboles infectados, eliminación de plantas hospedantes silvestres alrededor de los huertos) permiten un alto grado de control, excepto en áreas donde la incidencia es muy alta.

En los cítricos, Roistacher ha descrito la clorosis variegada como "la enfermedad de la naranja dulce más destructiva del mundo". Se ha extendido rápidamente a través de grandes áreas del sur de Brasil y parece que no se puede controlar. En una encuesta realizada en el estado de São Paulo en junio de 1990, se informó que 13 de los 920 sitios tenían árboles infectados. En una encuesta de seguimiento en agosto de 1991, 72 de los 920 sitios estaban infectados (un aumento de 5 veces en un período de solo 14 meses). Para el año 2000, se estimó que la enfermedad afectó al 34% de los 200 millones de naranjos dulces (Bové y Ayres, 2008), y algunos productores en el estado de São Paulo ahora están plantando mangos en lugar de cítricos.

En el olivo, la epidemia más grave se ha desarrollado en Apulia (sur de Italia). La bacteria fue diagnosticada por primera vez en 2013, en el término municipal de Gallipoli (provincia de Lecce), y el "foco" de infección ya era de unas 8 000 hectáreas. Desde entonces, la enfermedad ha avanzado una media de 2 km al mes y ahora ha llegado al término municipal de Monopoli (provincia de Bari), a 140 kilómetros de Gallipoli. En 2019, se ha estimado que en las provincias de Lecce, Brindisi y Taranto, aproximadamente 11 millones de plantas estaban infectadas, en un área de aproximadamente 50 000 ha.

Los daños afectaron a los olivos en producción, así como a los viveros de plantas de olivo, y se han estimado en un total de 1200 millones EUR. Un impacto indirecto se refería a la exportación desde Italia de cualquier especie de planta susceptible a X. fastidiosa. Finalmente, el daño causado por X. fastidiosa al paisaje de la península de Salento en Apulia y al patrimonio cultural mediterráneo asociado a los olivos es inconmensurable.

Control

El control de X. fastidiosa se basa en diferentes métodos y puede tener diferentes objetivos: el vector, la bacteria, tanto el vector como la bacteria, y las plantas hospedadoras que pueden funcionar como reservorios de X. fastidiosa. Estrategias de control contra insectos vectores (principalmente P. spumarius en el caso de OQDS) debe tener en cuenta las interacciones de los vectores con el patógeno (características de transmisión), las plantas hospedantes (del patógeno y el vector) y el medio ambiente, así como las fuentes de inóculo y los tipos de diseminación (primaria y secundaria) (Almeida et al., 2005 Lopes et al., 2016).

Las estrategias de gestión que se detallan a continuación se aplican principalmente a OQDS y se basan en la información disponible actualmente; sin embargo, es probable que evolucionen a medida que se disponga de nuevos conocimientos. El objetivo es reducir la densidad de población de P. spumarius y evitar su mayor propagación. La propagación primaria (desde las malas hierbas hasta los olivos) y secundaria (entre los olivos dentro y entre los huertos) está asegurada por P. spumarius, y muy probablemente por un adulto P. spumarius.

Las sustancias activas más eficaces para controlar a los adultos de P. spumarius en los olivos son neonicotinoides (es decir, acetamiprid) y piretroides (deltametrina) (Dongiovanni et al., 2018a). La aplicación de reguladores del crecimiento de insectos (buprofenzina y espirotetramat) contra las ninfas del salivazo mostró una eficacia muy baja. Los datos preliminares sugieren que el aceite de cítricos es más eficaz que las piretrinas, sin embargo, ambos productos no son persistentes. Para el control de los juveniles, los productos neonicotinoides y piretroides provocan una reducción significativa de ninfas en la vegetación rociada.

En la región de la EPPO, no se aplican de forma rutinaria compuestos antibacterianos a los cultivos perennes, excepto el cobre, que no puede curar las plantas de X. fastidiosa o incluso para prevenir la transmisión por insectos. Sin embargo, se ha demostrado que un compuesto que contiene zinc, cobre y ácido cítrico reduce la multiplicación de X. fastidiosa en tejidos de olivo (Scortichini et al., 2018).

Otro método de control selectivo y potencial es la aplicación de tecnología de película de partículas (por ejemplo, caolín) para interferir con la selección de la planta huésped-vector. Cuando se aplica a las uvas, las partículas de caolín cambian el color del dosel del árbol, inhibiendo así el aterrizaje por los vectores francotiradores y reduciendo la transmisión de patógenos (Puterka et al., 2003 Tubajika et al., 2007). Sin embargo, parece que este método no funciona en el caso de OQDS.

En cuanto al control biológico, actualmente se sabe muy poco sobre el uso de enemigos naturales (parasitoides de huevos, ninfas, adultos o microorganismos entomopatógenos) contra X. fastidiosa vectores.

La eliminación de malezas dentro y alrededor de los olivares puede ayudar a reducir las poblaciones de vectores. Por ejemplo, en Apulia, la labranza realizada en invierno y primavera redujo significativamente (casi a cero) la abundancia de ambos P. spumarius y N. campestris sobre olivos y vegetación del suelo.

Siembra de Lolium spp. y Hordeum vulgare como cultivo de cobertura en invierno disminuyó P. spumarius poblaciones juveniles.

Las medidas de control más prometedoras contra las enfermedades causadas por X. fastidiosa depender del uso de germoplasma resistente. Se han observado diversos grados de resistencia, tolerancia y susceptibilidad en cultivos económicamente relevantes como la uva, los cítricos, la almendra y, más recientemente, el olivo. En este último caso, encuestas ampliadas y estudios experimentales de infectividad identificaron el cv. Leccino como tolerante a X. fastidiosa subsp. pauca Infecciones por ST53 basadas en una menor incidencia, menores niveles de bacterias y gravedad de los síntomas en comparación con el cv. Ogliarola salentina (Boscia et al., 2017). También se espera que se puedan encontrar rasgos de tolerancia o resistencia en otras variedades de aceituna: una de ellas es el cultivar FS-17 también conocido como 'Favolosa'. En California, las selecciones de uva que llevan un rasgo genético que confiere resistencia / tolerancia a la enfermedad de Pierce de Vitis spp. se han liberado a los viveros de vid para su propagación y las variedades resistentes pronto estarán disponibles para uso comercial (Walker et al., 2017). Además, los portainjertos de vid transgénicos, que expresan una proteína inhibidora de la poligalacturonasa de la pera (PGIP) o una proteína antimicrobiana quimérica (CAP), han mostrado resistencia a X. fastidiosa. La búsqueda de germoplasma resistente también continúa en el caso de Prunus y Agrios spp.

Finalmente, el control de X. fastidiosa también consiste en minimizar otras fuentes de estrés para la planta huésped (por ejemplo, sequía, sobreproducción, otras enfermedades). El efecto de algunas prácticas agrícolas en Xylella Las infecciones, como la poda, el riego y la fertilización, también se han investigado con resultados alentadores.

Riesgo fitosanitario

De 1981 a 2017, X. fastidiosa se incluyó en la Lista EPPO A1 de plagas recomendadas para su regulación como plagas cuarentenarias, pero luego de su introducción en la región EPPO, se transfirió a la Lista EPPO A2 en 2017. En 2019, X. fastidiosa fue incluida en la lista de plagas prioritarias de la Unión Europea, en el marco de su nueva legislación fitosanitaria (UE, 2019). La introducción de X. fastidiosa subsp. pauca cepa ST53 y diferentes ST de X. fastidiosa subsp. multicine en la región de la EPPO representa un alto riesgo para los cultivos de importancia económica y el medio ambiente. En particular, la cepa de vid de X. fastidiosa tenía y todavía tiene el potencial de matar un gran número de vides y hacer que las áreas no sean aptas para el cultivo V. vinifera. Sus vectores de América del Norte no se encuentran en la región de la EPPO, pero la capacidad del vector es tan inespecífica que sin duda se podría esperar Cicadellinae europea (p. Ej. Cicadella viridis) o Cercopidae para transmitir la bacteria si se introduce. La principal amenaza a largo plazo es que X. fastidiosa podría establecerse en la vegetación natural que luego actuaría como un reservorio para la infección de los viñedos.

Se han utilizado modelos para estimar la distribución potencial de X. fastidiosa, y han revelado que las siguientes áreas en el sur de Europa y el área del Mediterráneo eran climáticamente adecuadas para el establecimiento de X. fastidiosa y estaban más particularmente en riesgo: las regiones atlánticas del sur de Portugal y el suroeste de España, las zonas costeras del sur de Francia, Italia y Croacia, así como todas sus islas y archipiélagos. Además subsp. multicine posiblemente podría establecerse más al norte de la UE en comparación con otras subespecies (EFSA, 2019b). Sin embargo, dado que la distribución potencial de la enfermedad puede depender de la biología de sus vectores potenciales, es por lo tanto bastante difícil de evaluar.

La presencia en la región EPPO de diferentes poblaciones y subespecies de la bacteria puede permitir la aparición de cepas recombinantes, resultado de cruces entre las diferentes subespecies. Estos eventos pueden aumentar el riesgo de aparición de nuevas cepas patógenas que son más virulentas o patógenas para nuevos huéspedes (Vanhove et al., 2019). La probabilidad de tales cruces entre diferentes cepas podría verse favorecida por la existencia de un rango de hospedadores superpuestos. Por ejemplo, se ha determinado que en el territorio de la Unión Europea, de las 43 especies de plantas reportadas como hospedantes de subespecies pauca, El 23% también mostró ser anfitrión de otra subespecie, con mayor frecuencia subsp. multicine, y que el 35% puede ser anfitrión para las tres subespecies (Comisión Europea, 2020).

MEDIDAS FITOSANITARIAS 2020-05-05

El método más eficaz para prevenir la introducción y propagación de X. fastidiosa en áreas no infectadas es imponer medidas fitosanitarias estrictas y realizar inspecciones (EPPO, 2016b) sobre el material vegetal hospedante importado, así como estudiar el estado de salud de las plantas hospedantes y vectores potenciales, en particular en huertos y viveros (EPPO, 2016c). En este sentido, la identificación correcta y oportuna de las enfermedades es fundamental para la aplicación adecuada de cualquier medida fitosanitaria. La detección (y destrucción) rápida de nuevos focos de infección también es de suma importancia.

Dentro de la región de la EPPO, existen regulaciones fitosanitarias para prevenir la entrada y propagación de X. fastidiosa. Para los Estados miembros de la UE, las medidas fitosanitarias se detallan en la Decisión (UE) 2015/789 (UE, 2015).

Considerando la seria amenaza que X. fastidiosa representa para el cultivo de vid y cítricos, prohibiciones a la importación de plantas para la plantación de cítricos, vid y plantas de café de terceros países donde X. fastidiosa muchos países miembros de la EPPO han impuesto la Además, varios países exigen que las plantas hospedantes para plantar de terceros países infectados se cultiven en un área libre de plagas o en condiciones protegidas con inspección, muestreo y análisis de la ausencia de la bacteria antes de su exportación. Para ciertas plantas hospedantes (p. Ej. Vitis plantas para plantar), el tratamiento con agua caliente (50 ° C durante 45 min) puede considerarse eficaz para desinfectar plantas para plantar procedentes de una zona infectada (EFSA, 2015b). Las plantas para plantar también se pueden cultivar en aislamiento físico completo (EPPO, 2016d) para excluir insectos vectores.

También se recomienda a los países que realicen encuestas periódicas para verificar la ausencia o presencia de X. fastidiosa en su territorio. Dentro del territorio de la Unión Europea, todos los Estados miembros deben realizar encuestas anuales específicas y, a tal efecto, se han definido listas de plantas hospedantes específicas (Comisión Europea, 2015, 2020 EFSA, 2019a). Por supuesto, la información detallada sobre la capacidad de propagación de enfermedades es fundamental para determinar la extensión del área a estudiar. En este sentido, el uso de modelos de difusión podría facilitar el proceso de toma de decisiones. Por ejemplo, se ha utilizado un modelo para determinar la propagación de la enfermedad dentro de un olivar. Se calculó que la mediana de la dispersión a corta distancia era de aproximadamente 150 m por año y que la mediana de la dispersión a larga distancia era de aproximadamente 10 km por año (EFSA, 2019b). Sin embargo, los valores anteriores pueden cambiar según varios parámetros, como la densidad, la distribución espacial y el número de diferentes especies de plantas hospedadoras, la abundancia, la movilidad y las características biológicas de los insectos vectores.

En caso de un nuevo brote de X. fastidiosa, deben aplicarse medidas de erradicación o contención. Estos incluyen la delimitación de las zonas infectadas y de amortiguación donde se aplican las medidas oficiales apropiadas con diferente intensidad según la zona de que se trate. Estas medidas incluyen la destrucción de plantas infectadas y plantas hospedantes potenciales ubicadas en sus proximidades, encuestas específicas (incluyendo muestreo y análisis intensivos), restricciones al movimiento de plantas hospedantes, así como medidas de control apropiadas contra los vectores y plantas que pueden hospedarlos. vectores. Hasta ahora, debe reconocerse que ningún intento de erradicación ha tenido éxito en condiciones al aire libre y en áreas donde la enfermedad se ha establecido.

REFERENCIAS 2020-05-05

Almeida RPP, Blua MJ, Lopes JR, Purcell AH (2005) Transmisión vectorial de Xylella fastidiosa: aplicar conocimientos fundamentales para generar estrategias de manejo de enfermedades. Anales de la Sociedad Entomológica de América 98, 775-786.

Anderson PC, French WJ (1987) Características biofísicas de los melocotoneros infectados con la enfermedad del melocotonero falso. Fitopatología fisiológica y molecular 31, 25-40.

Berisha B, Chen YD, Zhang GY, Xu BY, Chen TA (1998) Aislamiento de bacterias de la enfermedad de Pierce en vides en Europa. Revista europea de fitopatología 104, 427-433.

Bodino N, Plazio E, Cavalieri V, Dongiovanni E, Ripamonti M, Volani S, Gilioli G, Fumarola G, Di Carolo M, Porcelli F, Bosco D (2017) Asociación de planta huésped y desplazamiento de huésped de ninfas y adultos de Filaenus spumarius L. en los olivares italianos. En: Actas del 3er simposio de interacciones entre plantas y hemípteros (HPIS), Madrid, España, 4 a 8 de junio de 2017, 36 págs.

Boscia D, Altamura G, Ciniero A, Di Carolo M, Dongiovanni C, Fumarola G, Giampetruzzi A, Greco P, La Notte P, Loconsole G, Manni F, Melcarne G, Montilon V, Morelli M, Murrone N, Palmisano F, Pollastro P, Potere O, Roseti V, Saldarelli P, Saponari A, Saponari M, Savino V, Silletti MR, Specchia F, Susca L (2017) Resistencia a Xylella fastidiosa en diferentes cultivares de olivo. Informatore Agrario 73, 59-63.

Bové JM, Ayres AJ (2008) Etiología de tres enfermedades recientes de los cítricos en el estado de São Paulo: muerte súbita, clorosis variegada y huanglongbing. Vida IUBMB 59(4-5), 346-354.

Bull CT, De Boer SH, Denny TP, Firrao G, Fischer-Le Saux M, Saddler GS, Scortichini M, Stead DE, Takikawa Y (2012) Lista de nuevos nombres de bacterias fitopatógenas (2008-2010). Revista de patología vegetal 94, 21-27.

Cavalieri V, Dongiovanni C, Tauro D, Altamura G, Di Carolo M, Fumarola G, Saponari M, Bosco D (2018) Transmisión de la cepa CODIRO de Xylella fastidiosa por diferentes especies de insectos. En: Actas del XI Congreso Europeo de Entomología, Nápoles, Italia, 2-6.

Chu F ‐ LE, Volety AK (1997) Procesos de enfermedad del parásito Perkinsus marinus en ostra del este Crassostrea virginica: dosis mínimas para el inicio de la infección e interacción de la temperatura, la salinidad y la dosis de células infecciosas. Enfermedades de los organismos acuáticos 28, 61-68.

Coletta-Filho H, Francisco CS, Lopes JRS, de Oliveira AF, da Silva LF (2016) Primer informe de quemaduras de hojas de olivo en Brasil, asociado con Xylella fastidiosa subsp. pauca. Phytopathologia Mediterranea 55, 130-135.

Cornara D, Saponari M, Zeilinger AR, de Stradis A, Boscia D, Loconsole G, Bosco D, Martelli GP, Almeida RP, Porcelli F (2017a) Spittlebugs como vectores de Xylella fastidiosa en huertos de olivos en Italia. Revista de ciencia de plagas 90(2), 521-530.

Cornara D, Cavalieri V, Dongiovanni C, Altamura G, Palmisano F, Bosco D, Porcelli F, Almeida RP, Saponari M (2017b) Transmisión de Xylella fastidiosa por infectado naturalmente Filaenus spumarius (Hemiptera, Aphrophoridae) a diferentes plantas hospedantes. Revista de entomología aplicada 141, 80-87.

Cornara D, Bosco D, Fereres A (2018) Filaenus spumarius: cuando un viejo conocido se convierte en una nueva amenaza para la agricultura europea. Revista de ciencia de plagas 91, 957-972.

Cruaud A, Gonzalez A, Godefroid M, Nidelet S, Streito J, Thuillier J, Rossi JP, Santoni S, Rasplus J (2018) Uso de insectos para detectar, monitorear y predecir la distribución de Xylella fastidiosa: un estudio de caso en Córcega. Informes científicos 8(1). https://doi.org/10.1038/s41598-018-33957-z

Denancé N, Legendre B, Briand M, Olivier V, de Boisseson C, Poliakoff F, Jacques MA (2017) Varias subespecies y tipos de secuencia están asociados con la aparición de Xylella fastidiosa en entornos naturales en Francia. Patologia de planta 66, 1054-1064.

Denancé N, Briand M, Gaborieau R, Gaillard S, Jacques MA (2019) Identificación de relaciones genéticas y firmas de subespecies en Xylella fastidiosa. Genómica de BMC 20, 239. https://doi.org/10.1186/s12864-019-5565-9

Di Serio F, Bodino N, Cavalieri V, Demichelis S, Di Carolo M, Dongiovanni C, Fumarola G, Gilioli G, Guerrieri E, Picciotti U, Plazio E, Porcelli F, Saladini M, Salerno M, Simonetto A, Tauro D, Volani S, Zicca S, Bosco D (2019) Recolección de datos e información sobre biología y control de vectores de Xylella fastidiosa. Publicación de apoyo de la EFSA 1628E, 102 págs. Https://doi.org/10.2903/sp.efsa.2019.EN-1628

Dohm DJ, O’Guinn ML, Turrell MJ (2002) Efecto de la temperatura ambiental en la capacidad de Culex pipiens (Diptera: Culicidae) para transmitir el virus del Nilo Occidental. Revista de entomología médica 39, 221-225.

Dongiovanni C, Altamura G, Di Carolo M, Fumarola G, Saponari M, Cavalieri V (2018a) Evaluación de la eficacia de diferentes insecticidas contra Filaenus spumarius L., vector de Xylella fastidiosa en huertos de olivos en el sur de Italia, 2015-17. Pruebas de manejo de artrópodos 43(1), 1-4. https://doi.org/10.1093/amt/tsy034

Dongiovanni C, Cavalieri V, Bodino N, Tauro D, Di Carolo M, Fumarola G, Altamura G, Lasorella C, Bosco D. de Italia. Revista de entomología económica 112(1), 67-74.

EFSA (2015a) Dictamen científico sobre los riesgos fitosanitarios que plantean Xylella fastidiosa en el territorio de la UE, con la identificación y evaluación de opciones de reducción de riesgos. Revista EFSA 13(1), 3989, 262 págs. Https://doi.org/10.2903/j.efsa.2015.3989

EFSA (2015b) Dictamen científico sobre el tratamiento con agua caliente de Vitis sp. por Xylella fastidiosa. Revista EFSA 13(9), 4225, 10 págs. Https://doi.org/10.2903/j.efsa.2015.4225

Dictamen científico de la EFSA (2018) sobre la categorización actualizada de plagas de Xylella fastidiosa. Revista EFSA 16(7), 5357, 61 págs. Https://doi.org/10.2903/j.efsa.2018.5357

EFSA (2019a) Tarjeta de encuesta de plagas en Xylella fastidiosa. Publicación complementaria de la EFSA EN-1667. https://doi.org/10.2903/sp.efsa.2019.EN-1667

EFSA (2019b) Actualización del dictamen científico sobre los riesgos para la sanidad vegetal que plantean Xylella fastidiosa en el territorio de la UE. Revista EFSA 17(5), 5665, 200 págs. Https://doi.org/10.2903/j.efsa.2019.5665

Dictamen científico de la EFSA (2019c) sobre la categorización de plagas de países no pertenecientes a la UE Cicadomorpha vectores de Xylella spp. Revista EFSA 17(6), 5736. https://doi.org/10.2903/j.efsa.2019.5736

EFSA (2020) Actualización de la Xylella spp. Base de datos de plantas hospedantes: búsqueda sistemática de literatura hasta el 30 de junio de 2019. Revista EFSA 18(4), 6114, 61 págs. Https://doi.org/10.2903/j.efsa.2020.6114

Fiscalía Europea (2016b) PM 3/81 (1) Inspección de envíos para Xylella fastidiosa. Boletín Boletín OEPP / EPPO 46, 395-406. https://doi.org/10.1111/epp.12325

Fiscalía Europea (2016c) PM 3/82 (1) Inspección de los lugares de producción para Xylella fastidiosa. Boletín Boletín OEPP / EPPO 46, 407-418. https://doi.org/10.1111/epp.12328

EPPO (2016d) PM 5/8 (1) Directrices sobre la medida fitosanitaria "Plantas cultivadas en aislamiento físico completo". Boletín Boletín OEPP / EPPO 46, 421-423. https://doi.org/10.1111/epp.12340

EPPO (2019a) PM 7/24 (4) Estándar de diagnóstico para Xylella fastidiosa. Boletín OEPP / EPPO Boletín 49(2), 175-227.

Comisión Europea (2015) Directrices para la encuesta de Xylella fastidiosa (Wells et al.) en el territorio de la Unión. Dirección General de Salud y Seguridad Alimentaria, Bruselas. https://ec.europa.eu/food/sites/food/files/plant/docs/ph_biosec_legis_guidelines_xylella-survey.pdf

Comisión Europea (2020) Base de datos de la Comisión de plantas hospedantes que se consideran sensibles a Xylella fastidiosa en el territorio de la Unión. https://ec.europa.eu/food/plant/plant_health_biosecurity/legislation/emergency_measures/xylella-fastidiosa/susceptible_en (último acceso 2020-03)

UE (2015) Decisión de ejecución (UE) 2015/789 de la Comisión, de 18 de mayo de 2015, en lo que respecta a las medidas para prevenir la introducción y propagación dentro de la Unión de Xylella fastidiosa (Wells et al.). Diario oficial de la Unión Europea 125, 36-53.

UE (2019) Reglamento delegado (UE) 2019/1702 de la Comisión, de 1 de agosto de 2019, que complementa el Reglamento (UE) 2016/2031 del Parlamento Europeo y del Consejo mediante el establecimiento de la lista de plagas prioritarias. Diario oficial de la Unión Europea 206, 8-10.

Feil H, Purcell AH (2001) Crecimiento y supervivencia dependientes de la temperatura de Xylella fastidiosa in vitro y en vides en maceta. Enfermedad de las plantas 85, 1230-1234.

Frazier NW (1944) Relación filogenética de los nueve vectores saltadores conocidos de la enfermedad de la uva de Pierce. Fitopatología 34, 1000-1001.

Freitag JH (1951) Gama de huéspedes del virus de la enfermedad de Pierce de las uvas según lo determinado por la transmisión de insectos. Fitopatología 41, 10.

Güldür ME, Çağlar BK, Castellano MA, Ünlü L, Güran S, Yılmaz MA, Martelli GP (2005) Primer informe de quemaduras de hojas de almendro en Turquía. Revista de patología vegetal 87, pág.246.

Habib W, Nigro F, Gerges E, Jreijiri F, Al Masri Y, El Riachy M, Choueiri E (2016) Xylella fastidiosa no ocurre en el Líbano. Revista de fitopatología 164, 395-408.

Haelterman RM, Tolocka PA, Roca ME, Guzman FA, Fernandez FD, Otero ML (2015) Primer diagnóstico presuntivo de Xylella fastidiosa causando quemaduras de aceitunas en Argentina. Revista de patología vegetal 97, pág 393.

Harper SJ, Ward LI, Clover GRG (2010) Desarrollo de métodos LAMP y PCR en tiempo real para la detección rápida de Xylella fastidiosa para aplicaciones de cuarentena y de campo. Fitopatología 100, 1282-1288.

Hendson M, Purcell AH, Chen D, Smart C, Guilhabert M, Kirkpatrick B (2001) Diversidad genética de cepas de la enfermedad de Pierce y otros patotipos de Xylella fastidiosa. Microbiología aplicada y ambiental 67(2), 895-903.

Hernandez-Martinez R, de la Cerda KA, Costa HS, Cooksey DA, Wong FP (2007) Relaciones filogenéticas de Xylella fastidiosa cepas aisladas de plantas ornamentales en el sur de California. Fitopatología 97, 857-864.

Hill BL, Purcell AH (1995) Adquisición y retención de Xylella fastidiosa por un vector eficiente, Graphocephala atropunctata. Fitopatólogoy 85, 209-212.

Hill BL, Purcell AH (1997) Poblaciones de Xylella fastidiosa en plantas requeridas para la transmisión por un vector eficiente. Fitopatología 87, 1197-1201.

Hopkins D, Purcell A (2002) Xylella fastidiosa: causa de la enfermedad de la vid de Pierce y otras enfermedades emergentes. Enfermedad de las plantas 86, 1056-1066.

Krugner R (2011) Evaluación de patogenicidad y transmisión por insectos de Xylella fastidiosa cepas a las plantas de olivo. En: California Olive Committee, Final & Interim Research Reports 2010, compilado por MW Johnson, 3-11.

Kyrkou I, Pusa T, Ellegaard-Jensen L, Sagot M-F, Hansen LH (2018) Enfermedad de la vid de Pierce: una revisión de las estrategias de control y un esquema de un modelo epidemiológico. Fronteras en microbiología 9, 2141. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.02141

Kumar A, Lee WS, Ehsani RJ, Albrigo LG, Yang C, Mangan RL (2012) Detección de la enfermedad del enverdecimiento de los cítricos mediante técnicas de imágenes aéreas hiperespectrales y multiespectrales. Revista de percepción remota aplicada 6(1), 063542. https://doi.org/10.1117/1.JRS.6.063542

Li H, Lee WS, Wang K, Ehsani R, Yang C (2014) "Mapeo de ángulo espectral extendido (ESAM)" para la detección de enfermedades del enverdecimiento de los cítricos mediante imágenes hiperespectrales en el aire. Agricultura de precisión 15, 162-183.

Lopes JRS, Daugherty MP, Almeida RPP (2010) El origen de la cepa impulsa la virulencia y la persistencia de Xylella fastidiosa en alfalfa. Patologia de planta 59, 963-971.

Lopes JRS, Krugner R y Brown J (2016) Ecología de transmisión y epidemiología de la cepa de clorosis variegada de cítricos de Xylella fastidiosa. En: Brown JK (ed.). Transmisión de patógenos vegetales mediada por vectores. APS Press, págs. 195-208.

Maiden MC, Bygraves JA, Feil E, Morelli G, Russell JE, Urwin R, Zhang Q, Zhou J, Zurth K, Caugant DA, Feavers IM, Achtman M, Spratt BG (1998) Escritura de secuencia multilocus: un enfoque portátil de la identificación de clones dentro de poblaciones de microorganismos patógenos. Actas de la Academia Nacional de Ciencias de los Estados Unidos de América 95, 3140-3145.

Martelli GP (2016) Il punto su Xylella fastidiosa e diseccamento rapido dell’olivo. L'informatore Agrario 24, 40-48.

Noordijk J, den Bieman CFM, de Haas MS y Colijn Ed O (2019) Xyleemzuigende cicaden, potentiële vectoren van Xylella fastidiosa, rondom boomkwekerijen en glastuinbouw. EIS Kenniscentrum Insecten, Leiden. NVWA, afiliado a NRC, EIS2019-06. Disponible en línea en: https://www.eisnederland.nl/DesktopModules/Bring2mind/DMX/Download.aspx?command=core_download&entryid=801&language=nl-NL&PortalId=4&TabId=563

Nunney L, Ortiz B, Russell SA, Ruiz Sanchez R, Stouthamer R (2014) La compleja biogeografía del patógeno vegetal Xylella fastidiosa: evidencia genética de introducciones e introgresiones subespecíficas en Centroamérica. Más uno 9, e112463.

Nunney L, Azad H, Stouthamer R (2019) Una prueba experimental de la gama de plantas hospedadoras de cepas no recombinantes de América del Norte Xylella fastidiosa subsp. multicine. Fitopatología 109(2), 294-300.

Purcell AH (1980) Quemadura de la hoja de almendro: vectores saltahojas y salivazo. Revista de entomología económica 73, 834-838.

Purcell AH (1989) Transmisión por homópteros de bacterias que habitan en el xilema. En: Harris KF (ed.). Avances en la investigación de vectores de enfermedades. Vol 6. Springer, Nueva York, Estados Unidos, 243-266.

Purcell AH, Finlay AH (1979) Evidencia de transmisión no circulante de la bacteria de la enfermedad de Pierce por los saltahojas francotiradores. Fitopatología 69, 393-395.

Puterka GJ, Reinke M, Luvisi D, Ciomperik MA, Bartels D, Wendel L, Glenn DM (2003) Película de partículas, envolvente WP, efectos sobre el comportamiento del francotirador de alas vidriosas y su utilidad como barrera para las infestaciones de francotiradores en la uva. En línea. Progreso en sanidad vegetal https://doi.org/10.1094/PHP-2003-0321-01-RS

Redak RA, Purcell AH, Lopes JR, Blua MJ, Mizell Iii, RF y Andersen PC (2004) La biología de los insectos vectores de xilema que se alimentan de líquidos Xylella fastidiosa y su relación con la epidemiología de las enfermedades. Revisiones anuales en entomología 49(1), 243-270.

Saponari M, Boscia D, Nigro F, Martelli GP (2013) Identificación de secuencias de ADN relacionadas con Xylella fastidiosa en adelfas, almendros y olivos que presentan síntomas de quemaduras en las hojas en Apulia (sur de Italia). Revista de patología vegetal 95, 659-668.

Saponari M, Loconsole G, Cornara D, Yokomi RK, De Stradis A, Boscia D, Bosco D, Martelli GP, Krugner R, Porcelli F (2014) Infectividad y transmisión de Xylella fastidiosa por Filaenus spumarius (Hemiptera: Aphrophoridae) en Apulia, Italia. Revista de entomología económica 107(4), 1316-1319.

Scally M, Schuenzel EL, Stouthamer R, Nunney L (2005) Un sistema de tipo de secuencia multilocus para el patógeno de la planta Xylella fastidiosay la contribución relativa de la recombinación frente a la mutación puntual a la diversidad clonal. Microbiología aplicada y ambiental 71, 8491-8499.

Scortichini M, Chen J, De Caroli M, Dalessandro G, Pucci N, Modesti V, L'Aurora A, Petriccione M, Zampella L, Mastrobuoni F, Migoni D, Del Coco L, Girelli CR, Piacente F, Cristella N, Marangi P, Laddomada F, Di Cesare M, Cesari G, Fanizzi FP, Loreti S (2018) Un biocomplejo de zinc, cobre y ácido cítrico se muestra prometedor para el control de Xylella fastidiosa subsp. pauca en olivos en la región de Apulia (sur de Italia). Phytopathologia Mediterranea 57, 48-72.

Severin HHP (1950) Salivazo-insectos vectores del virus de la enfermedad de Pierce: II. Historia de vida y transmisión de virus. Hilgardia 19, 357-382.

Su T, Mulla MS (2001) Efectos de la temperatura en el desarrollo, la mortalidad, el apareamiento y el comportamiento de alimentación de sangre de Culiseta incidens (Dípteros: Culicidae). Revista de ecología vectorial 26, 83-92.

Su CC, Chang CJ, Chang CM, Shih HT, Tzeng KC, Jan FJ, Kao CW, Deng, WL (2013) Enfermedad de Pierce de las vides en Taiwán: aislamiento, cultivo y patogenicidad de Xylella fastidiosa. Revista de fitopatología 161(6), 389-396.

Su CC, Deng WL, Jan FJ, Chang CJ, Huang H, Shih HT, Chen J (2016) Xylella taiwanensis sp. nov., causando la enfermedad de quemaduras de las hojas de la pera. Revista internacional de microbiología sistemática y evolutiva 66(11), 4766-4771.

Temsah M, Hanna I, Saad A (2015) Primer informe de Xylella fastidiosa asociado con la quema de hojas de adelfa en el Líbano. Revista de protección de cultivos 4, 131-137.

Tumber KP, Alston JM, Fuller KB (2014) La enfermedad de Pierce le cuesta a California 104 millones de dólares al año. Agricultura de California 68 (1-2), 20-29.

Tubajika KM, Civerolo EL, Puterka GJ, Hashimd JM, Luvisid DA (2007) Los efectos del caolín, arpina e imidacloprid en el desarrollo de la enfermedad de Pierce en la uva. Protección de cultivos 26, 92-99.

Walker A, Cantu D, Riaz S, Agüero C (2017) Apoyo de reproducción molecular para el desarrollo de uvas de vino resistentes a la enfermedad de Pierce. En: Actas del simposio de investigación sobre la enfermedad de Pierce, 137-147.

Vanhove M, Adam C., Retchless AC, Sicard A, Rieux A, Coletta-Filho HD, De La Fuente L, Stenger DC, Almeida RPP (2019) Diversidad genómica y recombinación entre Xylella fastidiosa subespecie. Microbiología aplicada y ambiental 85, e02972-18. https://doi.org/10.1128/AEM.02972-18

Weaver CR, King DR (1954) Salivazo del prado. Boletín de investigación no. 741. Estación Experimental Agrícola de Ohio, Wooster, OH.

Young DA (1968) Estudio taxonómico de las Cicadellinae (Homoptera: Cicadellidae). Parte 1. Proconinii. Boletín 261 del Museo Nacional de los Estados Unidos. Washington, DC, EE. UU.

Young DA (1977) Estudio taxonómico de las Cicadellinae (Homoptera: Cicadellidae). Parte 2. Nuevo Mundo Cicadellini y el género Cicadella. Boletín 239 de la Estación Experimental Agrícola de Carolina del Norte. Raleigh, Carolina del Norte, EE. UU.

Yuan X, Morano L, Bromley R, Spring-Pearson S, Stouthamer R, Nunney L (2010) Tipado de secuencia multilocus de Xylella fastidiosa causando la enfermedad de Pierce y la quema de hojas de adelfa en los Estados Unidos. Fitopatología 100, 601-611.

Yurtsever S (2000) Sobre el salivazo polimórfico del prado, Filaenus spumarius (L.) (Homoptera: Cercopidae). Revista Turca de Zoología 24, 447-459.

Zarco-Tejada PJ, Camino C, Beck PSA, Calderon R, Hornero A, Hernández-Clemente R Kattenborn T, Montes-Borrego M, Susca L, Morelli M, Gonzalez-Dugo V, North PRJ, Landa BB, Boscia D, Saponari M, Navas-Cortes JA (2018) Síntomas previos de Xylella fastidiosa infección revelada en alteraciones espectrales de rasgos vegetales. Plantas de la naturaleza 4(7), 432.

Recursos de CABI y EFSA utilizados al preparar esta hoja de datos

CABI (2020) Compendio de especies invasoras. Hoja de datos en Xylella fastidiosa (Enfermedad de Pierce de la vid). https://www.cabi.org/isc/datasheet/57195

AGRADECIMIENTOS 2020-05-05

Giuseppe Surico y Guido Marchi del ‘Dipartimento di Scienze e Tecnologie Agrarie, Alimentari, Ambientali e Forestali (DAGRI), Sez. Patologia ed entomologia, Università di Firenze, Firenze, Italia ». Se reconoce con gratitud su valiosa contribución.

¿Cómo citar esta hoja de datos?

Historial de la hoja de datos 2020-05-05

Esta hoja de datos se publicó por primera vez en el Boletín de la EPPO en 1989 y se revisó en las dos ediciones de 'Plagas cuarentenarias para Europa' en 1992 y 1997. Ahora se mantiene en formato electrónico en la Base de datos mundial de la EPPO. Las secciones sobre 'Identidad', 'Hosts' y 'Distribución geográfica' se actualizan automáticamente desde la base de datos. Para otras secciones, la fecha de la última revisión se indica a la derecha.

CABI / EPPO (1992/1997) Plagas cuarentenarias para Europa (1ª y 2ª edición). CABI, Wallingford (GB).

EPPO (1989) Fichas técnicas sobre organismos de cuarentena No. 166, Xylella fastidiosa. Boletín Boletín OEPP / EPPO 13(1), 677-682.


Quemadura de hoja bacteriana

Quemadura bacteriana de las hojas a veces se abrevia como BLS y también puede denominarse quemadura marginal de la hoja. Este problema afecta a plantas y árboles en todo el país, incluso en Austin. Esencialmente es cuando el tejido de la hoja muere alrededor de los bordes y puede tener varias causas diferentes.

¿Qué lo causa?

Debido a que existen varias razones potenciales por las que se pueden producir quemaduras en las hojas, un arbolista tendrá que decirle la razón exacta. Puede suceder cuando el suelo no tiene suficiente humedad o si las hojas pierden agua demasiado rápido y no pueden reemplazarla adecuadamente. También es posible que las raíces del árbol murieran por compactación, excavación o patógenos de plantas, lo que significa que las hojas no pueden recibir suficiente agua. La falta de agua que resulta en quemaduras bacterianas de las hojas también puede ser causada por bacterias u hongos que invaden el árbol y luego obstruyen el xilema, los vasos responsables de transportar el agua. Esencialmente, el chamuscado de las hojas ocurre cuando las hojas de una planta no reciben suficiente agua, pero la razón de esta falta de agua puede variar. El último de ellos es el chamuscado bacteriano de las hojas, ya que es transmitido por bacterias.

Bacterias comunes que causan BLS

Entre las diversas bacterias que pueden obstruir el xilema de un árbol y provocar quemaduras bacterianas en las hojas, Xylella fastidiosa es uno de los más comunes. Esta bacteria en particular se ha relacionado con la quemadura de las hojas de una increíble variedad de plantas, incluidos los árboles de liquidámbar, arce rojo, sicómoro, olmo, roble y morera. También puede causar un problema diferente, la enfermedad de Pierce, en las vides u otros problemas como el enanismo de la ambrosía, el quemado de la hoja de almendra, el marchitamiento del bígaro, el escaldado de la hoja de ciruela, la enfermedad del melocotón falso y el enano de la alfalfa.

Cómo se propaga el quemado bacteriano de las hojas

En el caso de quemaduras bacterianas de las hojas debido a bacterias como Xylella, se propagará a medida que esta bacteria se mueva entre las plantas. Puede ser transportado por salivazos, saltahojas y chicharrones de todas las edades. La bacteria se transmitirá inmediatamente o esperará unas dos horas para hacerlo. El insecto sigue transportando la bacteria, lo que significa que puede propagarla a varias plantas.

Reconociendo BLS en arces rojos

Cuando afecta a los árboles de arce rojo, el quemado bacteriano de las hojas generalmente afectará a las ramas individuales, y el número de ellas afectadas aumentará cada año. Las hojas se verán normales durante la primera parte de la temporada antes de que comience la decoloración de las hojas a lo largo de los bordes. A mediados o finales de julio, la decoloración habrá alcanzado la base y el nervio central de la hoja. En muchos casos, notará un borde de color marrón rojizo oscuro alrededor del área marrón claro del tejido muerto. Un halo amarillo separa este tejido muerto del tejido verde sano.

Es probable que los arces rojos con BLS experimenten una defoliación prematura a partir de fines de agosto. Los árboles con esta afección también tienen un mayor riesgo de sufrir daños debido al estrés.

Reconociendo BLS en olmos

Al igual que los arces rojos, las hojas de los olmos afectados por quemaduras bacterianas tendrán un borde amarillo que mantiene separados el tejido verde y el tejido muerto. El chamuscado en estos árboles tiende a comenzar en la base del árbol antes de ascender. Los olmos con BLS tienen un mayor riesgo de escarabajos de la corteza del olmo y enfermedad del olmo holandés.

Reconociendo BLS en árboles de roble

La mayoría de las veces, los robles rojos y pintos desarrollarán quemaduras bacterianas en las hojas y las otras variedades de roble no, pero el roble blanco también puede verse afectado. Una vez más, obtienes la distintiva separación amarilla en las hojas y el chamuscado se extiende más cerca de la base de la hoja con un patrón ondulado con el tiempo. Es poco probable que los robles rojos sufran defoliación debido al quemado bacteriano de las hojas, pero los robles rojos pueden desarrollar brotes de agua.

Otros síntomas generales

La mayoría de los árboles con quemaduras bacterianas en las hojas tendrán el mismo patrón en sus hojas, y los márgenes se volverán marrones primero. La enfermedad tiende a afectar primero a las hojas más viejas y el borde amarillo casi siempre separa el tejido de la hoja sana y muerta. En algunos casos, se caerán las hojas doradas. Los síntomas del quemado bacteriano de las hojas empeoran en el transcurso de tres u ocho años y al final de este tiempo, todo el árbol comenzará a oscurecerse prematuramente.

Confirmando que es BLS

Solo un experto podrá confirmar que el chamuscado de las hojas que afecta a su árbol es de naturaleza bacteriana y si es causado por Xylella u otra bacteria. Deberán realizar pruebas de laboratorio o enviar una muestra a un laboratorio externo para su análisis. Durante la prueba, los expertos pueden reconocer Xylella por su falta de flagelos y esporas, pared celular gruesa ondulada y falta de crecimiento en los medios convencionales utilizados para bacteriología.

Un ojo inexperto puede confundir el chamuscado bacteriano de las hojas con la enfermedad del olmo holandés o el marchitamiento del roble. Sin embargo, una diferencia importante es que el BLS se repetirá y empeorará con el tiempo, mientras que las otras enfermedades pueden matar un árbol en meses. Tampoco notará ninguna veta de albura con BLS. Finalmente, el quemado bacteriano de las hojas hace que el pardeamiento comience en los bordes de las hojas antes de moverse hacia adentro, mientras que otras enfermedades doran las hojas de manera más uniforme. Aquellos que no están familiarizados con el quemado bacteriano de las hojas también pueden confundirlo con el estrés por calor, la sequía u otras causas del quemado de las hojas.

Controlar la quema de hojas bacterianas

Su arbolista u otro experto en árboles podrá trabajar con usted para crear un plan para eliminar el quemado bacteriano de las hojas. Afortunadamente, las bacterias generalmente requieren varios años para matar un árbol por completo, lo que le brinda muchas oportunidades para cuidarlo. Dicho esto, puede ser complicado tratar el quemado bacteriano de las hojas porque incluso si se deshace de los árboles infectados, es posible que las bacterias se hayan propagado a los otros árboles cercanos.

Por el momento, el tratamiento más eficaz es un antibiótico conocido como tetraciclina. Los arbolistas inyectan esto en el árbol infectado y los síntomas desaparecerán temporalmente por completo o al menos se reducirán durante aproximadamente un año. Sin embargo, los síntomas eventualmente reaparecen. También puede limitar la propagación de las bacterias y el quemado resultante de las hojas quitando las ramas muertas y desinfectando sus herramientas de poda entre cada corte.


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